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1，为什么切胶回收

因为想要“纯化目的片段”，不想有里面有各种酶、缓冲体系 及一些非目的片段啊！
回收胶和检测胶成分差不多，只是回收胶要求浓度大些，这样割胶的时候不会把胶弄碎

为什么切胶回收

2，我做PCR为什么筛温度的时候都能P出条带等到筛好温度了却没有条

PCR的模板或引物比较复杂时，各种怪事都会有。如果你的实验体系没问题，你可以试试先以较高退火温度p上5个循环，再以你筛的温度p上30个循环。或者把你的目的条带切胶回收，稀释后作模板再p。
可能引物出了问题，使用新引物吧。
你好！有过，条件一样，出的东西不一样，可以试试换换taq酶、dntp、引物等，有可能某些东西失活了。打字不易，采纳哦！

我做PCR为什么筛温度的时候都能P出条带等到筛好温度了却没有条

3，回收塑料的好处是什么困难是什么你家中用的塑料制品应该怎样处

回收塑料好处：减少塑料对环境的危害，因为塑料一般难以降解，换句话说，它会长期以固态形式存在自然界中，还会释放出一些有害物质，影响环境，要是动物不幸误吞，也难以消化，会阻塞或者影响动物消化道的畅通。困难：塑料的化学组成以及物质结构极为复杂，种类多样，不可能像金属那样进行分门别类的回收，回收成本高，绝大多数不具备再利用的可能。家庭塑料制品处理：（日本）按不同种类，分类收集后，投放到不同的垃圾箱里去。不过中国现在基本上还没有普及这样垃圾分类回收的做法。

回收塑料的好处是什么困难是什么你家中用的塑料制品应该怎样处

4，DNA胶回收出现非目的带是什么原因

胶回收出现非目的带，只能是切胶的时候切得太宽了，或者原来在分离胶就没有跑开。分离胶浓度不合适，电泳条件不合适都可能导致分离效果不好。重新跑下分离胶，只要条件合适，分离开了，切得时候仔细点，后面都不会出现问题。
一般marker中亮的条带是100ng,其他的条带是50ng.可以看到你回收之后的条带亮度估计在10ng~30ng左右，如果你的上样体积为10ul，则浓度应该是1ng~3ng/ul,这个浓度是很低的，一般的分光光度计都是测量不出的。如果做克隆，可以不用管od值。还有你的胶回收效率有点低，这个是问题关键。

5，请教载体构建的问题

我想，问题可能出现在以下几个环节： 1.PCR是否成功？如果跑胶后目的片段的条带位置正确，可基本确定成功。 2.胶回收是否成功？胶回收后是否跑胶查看浓度？ 3.SmaI酶切体系是否正确？通常酶量不能超过体系1/10，否则甘油会妨碍酶切的进行。 4.通常我做双酶切后会进行乙醇沉淀，去除内切酶，否则会对之后的连接反应造成影响。 5.连接体系是否正确。这步是最关键，也是最容易出错的一步。载体和目的片段的摩尔数比应为3：1到10：1之间。可以先通过跑胶确定两者浓度，再通过两者碱基数确定其需加的量。 6.另外，还要确认载体抗性，转化时看有没涂错板子。 希望我的回答可以为你提供帮助O(∩_∩)O~如果还不可以，再问吧~

6，Takara胶回收试剂盒 说明书具体操作步骤

1. 琼脂糖凝胶电泳分离DNA片段,任何类型或等级的琼脂糖都可以使用.我们强烈的建议您使用新鲜的TAE Buffer作为电泳缓冲液.不要重复使用电泳缓冲液,因为会因其PH的升高而减少产量.新鲜的TBE也可以用,但只能得到较低的产量.　　2. 当所需DNA片段完全分离时,转移凝胶至紫外灯上,尽可能快地把所需的DNA片段切下来.　　注:切胶时尽量把多余的凝胶切去,DNA曝露在紫外灯下不能超过30秒.　　3. 将带有目的片段的凝胶块转移至1.5ml离心管(离心管已经称重了)中,称重得出凝胶块的重量.近似地确定其体积.假设其密度为1g/ml(几乎所有DNA凝胶的密度都可以近似为1g/ml),于是凝胶块的体积便可通过如下方法得到:凝胶薄片的重量为0.2g, 则其体积为　　0.2 ml.加入等体积的Binding Buffer(XP2),于55-65℃水浴中温浴7min或至凝胶完全融化,每2-3 min振荡或涡旋混合物.　　重要提醒:在凝胶完全溶解之后,注意凝胶-Binding buffer混和物的pH值.如果其pH值大于8的话,DNA的产量将大大减少.观察混和物的颜色,如果是橙色或红色,则要加入5 ul 浓度为5 M,pH为5.2的醋酸钠,以调低其pH值.经过这一调节,该混合物的颜色将恢复为正常的浅黄色.　　4. 取一个干净的HiBind DNA Mini柱子装在一个干净的2ml收集管内(已备好).　　5. 将第三步获得的DNA/熔胶液全部转移至柱子中.室温下10,000 x g离心1分钟.弃收集管中的滤液,将柱子套回2ml收集管内.　　6. 如果DNA/凝胶熔液的体积超过700ul,一次只能转移700ul至柱子中,余下的可继续重复第5步至所有的溶液都经过柱子.每一个Hibind DNA回收纯化柱都有一个极限为25gDNA的吸附能力.如果预期产量较大,则把样品分别加到合适数目的柱子中.　　7. 弃收集管中的滤液,将柱子套回2ml收集管内.移300ul Binding Buffer(XP2)至柱子中,室温下, 10,000 x g下离心1min.　　8. 弃收集管中的滤液,将柱子套回2ml收集管内.移700ul SPW Wash buffer(已用无水乙醇稀释的)至柱子中.室温下10,000xg离心1min.　　注意:浓缩的SPW Wash Buffer 在使用之前必须按标签的提示用乙醇稀释.如果DNA 洗涤缓冲液在使用之前是置于冰箱中的,须将其拿出置于室温下.　　9. 重复用700ul SPW Wash buffer洗涤柱子.室温下10,000xg离心1min.　　10. 弃收集管中的滤液,将柱子套回2ml收集管内.室温下,13,000 x g离心2 min以甩干柱子基质残余的液体.　　11. 把柱子装在一个干净的1.5ml离心管上,加入15~30ul(具体取决于预期的终产物浓度)的Elution Buffer(或TE缓冲液)到柱基质上,室温放置1min, 13,000xg离心1min以洗脱DNA.　　第一次洗脱可以洗出70-80%的结合DNA. 如果再洗脱一次的话,可以把残余的DNA洗脱出来,不过那样的浓度就会较低.

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